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L’oxygène (O2) est dégagé au cours du transport photosynthétique des électrons lorsque l’eau est scindée par le complexe d’évolution de l’oxygène pour fournir des protons et des électrons à la chaîne électronique chloroplastique, générant ainsi de l’ATP et du NADPH – la source d’énergie et le pouvoir réducteur du métabolisme végétal. La majeure partie de cette énergie chimique est utilisée pour alimenter le métabolisme photosynthétique du carbone, qui consiste en une carboxylation de la ribulose-1,5-bisphosphate (cycle de réduction du carbone photosynthétique) et une oxygénation (cycle d’oxydation du carbone photosynthétique) ; avec un besoin combiné en électrons = JA. Quatre électrons sont nécessaires pour chaque O2 émis, de sorte que la production brute d’O2 (GOP) est liée au transport linéaire d’électrons (J) selon J/4. Lorsque le transport linéaire d’électrons n’est utilisé que pour piloter la fixation du CO2, la consommation d’O2 et la libération de CO2 par l’oxydation photosynthétique du carbone et la respiration mitochondriale sont telles que la production nette d’O2 (NOP) est égale à l’assimilation nette de CO2 (Anet ; à condition que le quotient respiratoire soit égal à 1, mais voir Tcherkez et al, 2017).

En outre, les électrons peuvent être utilisés pour le transport alternatif non cyclique d’électrons (ANCET), y compris, par exemple, la photoréduction de l’O2 lui-même formant des espèces réactives de l’oxygène (réactions de Mehler-peroxydase ou « cycle eau-eau » ; Asada, 1999), l’anabolisme chloroplastique (par exemple, les lipides ; Stumpf et al, 1963), la réduction de l’oxaloacétate en malate (qui est exporté vers les mitochondries ; Scheibe, 2004), et l’assimilation de l’azote (Bloom et al., 1989). On a émis l’hypothèse que l’ANCET était à la fois un moyen de réguler le rapport ATP/NADPH pour répondre aux demandes énergétiques changeantes du métabolisme cellulaire et un mécanisme permettant de prévenir les dommages causés par le soleil en utilisant l’excès de réducteur lorsque la densité du flux photonique dépasse les besoins énergétiques de la fixation du CO2 (par exemple, en cas de forte irradiation, de températures froides, de stress hydrique fermant les stomates ; par exemple, Badger, 1985 ; Ort et Baker, 2002 ; Robinson, 1988). Il est important de noter qu’il n’existe aucune preuve formelle de la façon dont les flux d’électrons interagissent, en particulier dans des conditions de lumière fluctuantes (Morales et al., 2018).

Comme l’ANCET permet de soutenir des taux plus élevés de transport linéaire d’électrons, le transport total d’électrons (Jt) sera supérieur à JA. À l’inverse, l’effet sur l’absorption d’O2 dépendra de la voie métabolique impliquée. Par exemple, dans les réactions de Mehler-peroxydase, il n’y a pas de changement net de O2, de sorte que NOP restera égal à Anet. Mais dans la réduction du nitrate, le rapport entre la production d’O2 liée à l’azote et la consommation d’O2 dépend fortement de l’acide aminé synthétisé (Noctor et Foyer, 1998). Dans ce cas, NOP ne sera pas toujours égal à Anet car O2 et CO2 peuvent ne pas être équilibrés dans le métabolisme (Skillman, 2008). Par conséquent, les mesures concomitantes des flux de CO2 et d’O2 sont importantes pour comprendre comment les plantes régulent l’utilisation de l’énergie lumineuse, les différents destins ayant des résultats métaboliques très différents.

Les premières mesures de l’évolution de l’O2 ne permettaient pas de distinguer le GOP de l’absorption d’O2 (Hill, 1937). La méthode de spectrométrie de masse établie par Mehler et Brown (1952) a résolu ce problème en utilisant des traceurs isotopiques de l’O2 pour surveiller indépendamment les flux de 16O2 et 18O2. Dans cette méthode, du 18O2 pur a été fourni à l’espace de tête gazeux d’une chambre fermée, et la diminution du 18O2 a été attribuée à l’absorption de l’O2. L’O2 dégagé a la même composition isotopique que l’eau à partir de laquelle il est généré ; dans ce cas, l’isotope dominant dans l’eau était 16O (Fig. 1). L’approche du marquage 18O a été ensuite appliquée à des disques foliaires (par exemple Tourneux et Peltier, 1995), à des feuilles entières excisées (par exemple Volk et Jackson, 1972), et à des plantes entières (Gerbaud et André, 1980), éclairant le devenir de l’O2 in vivo.

La limitation des systèmes d’échange gazeux fermés est que les mesures ne peuvent être entreprises que pendant de courtes périodes de temps (secondes à minutes) avant que la concentration en CO2 ne soit épuisée. Par conséquent, le rapport CO2:O2 n’est pas constant, ce qui modifie les taux relatifs de carboxylation et d’oxygénation de sorte que les estimations de l’absorption de GOP et d’O2 seront inexactes. Cette limitation a été surmontée dans l’approche de la spectrométrie de masse en remplaçant le CO2 consommé par un afflux périodique de CO2 dans la chambre, ce qui permet une quantification à l’état d’équilibre et étend la capacité à mesurer les flux d’O2 dans une gamme de conditions et d’états physiologiques (Canvin et al., 1980). En même temps, des progrès ont été réalisés dans l’utilisation de la fluorescence de la chlorophylle, qui fournit des informations sur le rendement quantique de la PSII (Baker, 2008). Genty et al. (1989) ont établi le lien empirique entre la fluorescence et le taux de transport des électrons, remplaçant ainsi la nécessité de mesurer directement l’évolution de l’O2. La fluorescence chlorophyllienne est maintenant l’une des techniques les plus populaires en physiologie végétale en raison de sa facilité d’utilisation et de son coût relativement faible. Cette popularité a été favorisée par la possibilité de multiplexer les mesures de fluorescence avec les échanges gazeux d’H2O et de CO2 dans des instruments portables disponibles dans le commerce, ce qui ouvre la possibilité de mesurer la fonction des plantes en dehors du laboratoire. Par conséquent, les mesures in vivo des flux d’O2 ont considérablement diminué au cours des 20 dernières années.

Dans ce numéro de Plant Physiology, Gauthier et al. (2018) nous rappellent pourquoi il est si important de retourner notre attention à l’O2, en nous fournissant un nouveau système élégant à voie ouverte pour mesurer les flux d’O2. Leur méthode est une approche isotopique  » inversée « , impliquant un marquage 18O de l’eau des feuilles plutôt que de l’air, de sorte que la composition isotopique de l’O2 qui est dégagé lors de la scission de l’eau a une signature très différente de celle de l’O2 ambiant (Fig. 1). L’utilisation d’un enrichissement considérable en 18O est impérative car la contribution du NOP dans un fond de 21 % d’O2 est probablement de l’ordre de 0,05 % (par exemple 100 μmol mol-1 NOP/210 000 μmol mol-1 O2 ambiant), ce qui rend difficile, en temps ordinaire, la détection précise d’un changement de δ18O de l’O2 associé au NOP dans l’air entourant la feuille.

La méthode reste très technique, nécessitant l’utilisation de trois instruments de haute précision. La composition isotopique et la concentration de la vapeur de CO2 et de H2O sont mesurées par spectroscopie laser, et le δ18O2 et le δO2/N2 (pour estimer la concentration en O2) par spectrométrie de masse. Une chambre sur mesure est également nécessaire pour abriter la feuille excisée et sa source d’eau marquée au 18O, ce qui permet d’éviter les fuites à travers les joints d’étanchéité depuis le pourtour du pétiole. Il est important de noter que le système d’échange de gaz ouvert améliore la capacité à réaliser des mesures en régime permanent, et que le marquage de l’eau par rapport à l’utilisation de gaz 18O2 pur résout le problème d’accessibilité, qui a considérablement limité l’adoption des systèmes ouverts.

Bien que la fluorescence chlorophyllienne soit devenue l’option populaire pour mesurer le taux de transport d’électrons, elle n’est pas sans hypothèses. Par exemple, on suppose fréquemment que les feuilles absorbent 84 % des photons incidents et que 50 % de ces photons sont absorbés par la PSII ; cependant, ce n’est pas toujours le cas (Baker, 2008). Cela peut conduire à une surestimation du taux de transport d’électrons lorsqu’il est calculé à partir de la fluorescence par rapport aux mesures du JA. En outre, la détermination précise du JA est particulièrement pertinente pour l’estimation de la conductance du mésophylle, une application mise en évidence par Gauthier et al. (2018). Les réactions de Mehler-peroxydase, dont il a été démontré qu’elles varient de 0 à 30 % (Driever et Baker, 2011), conduiraient à une surestimation des flux d’électrons associés aux cycles de réduction/oxygénation du carbone photosynthétique dans les deux méthodes. Cependant, l’avantage de l’approche du marquage isotopique est que la contribution de la réaction de Mehler à la production brute d’O2 peut être quantifiée en couplant les mesures du GOP avec le NOP (par exemple, Furbank et al., 1982 ; voir Fig. 1). Maintenant que nous avons une capacité renouvelée de mesurer les flux d’O2, ces hypothèses ne doivent pas être ignorées.

En plus de comprendre le compromis entre l’efficacité et la photoprotection pour améliorer la production agricole (Murchie et Niyogi, 2011), les différents destins électroniques ont des implications importantes pour comprendre les flux d’O2 globaux. Notamment, l’absorption d’O2 associée à la photorespiration, à la respiration mitochondriale et aux réactions de Mehler-peroxydase ont des facteurs de fractionnement isotopique différents (Guy et al., 1993), de sorte que la quantification des flux de voies individuelles est nécessaire pour contraindre les estimations de la production primaire globale à partir des informations δ18O (Welp et al, 2011).

Il est grand temps de revisiter la mesure des flux d’O2, et la nouvelle méthode développée par Gauthier et al. (2018) nous fournit la capacité nécessaire pour le faire.