Les pansements antimicrobiens à l’argent dans le traitement des plaies : Une comparaison des caractéristiques antibactériennes, physiques et chimiques

La colonisation et l’infection critiques des plaies présentent un double problème pour les cliniciens. Premièrement, il y a la possibilité d’un retard de cicatrisation, en particulier en présence d’un système immunitaire compromis ou lorsque la plaie est grossièrement contaminée ou mal perfusée.1 Deuxièmement, les plaies colonisées et infectées sont une source potentielle d’infections croisées – une préoccupation particulière alors que la propagation des espèces résistantes aux antibiotiques se poursuit. Pour les patients, une plaie infectée peut avoir des conséquences supplémentaires, notamment une douleur et une gêne accrues, un retard dans le retour aux activités normales et la possibilité d’une maladie potentiellement mortelle. Pour les prestataires de soins de santé, il faut tenir compte de l’augmentation des coûts de traitement et du temps consacré aux soins infirmiers.1,2 Jusqu’à récemment, l’infection locale des plaies était un défi pour lequel il existait peu d’options de gestion. Cependant, l’avènement de pansements avancés contenant des agents antimicrobiens topiques, tels que l’argent, a fourni une nouvelle approche pour le contrôle des agents pathogènes des plaies.3,4 L’argent a une activité antimicrobienne prouvée qui inclut les bactéries résistantes aux antibiotiques, telles que le Staphylococcus aureus résistant à la méthicilline (SARM) et les entérocoques résistants à la vancomycine (ERV).4 Son rôle en tant qu’agent antimicrobien est particulièrement intéressant, car il possède un large spectre d’activité antimicrobienne5,6 avec une toxicité minimale envers les cellules de mammifères à de faibles concentrations7 et a moins tendance que les antibiotiques à induire une résistance en raison de son activité sur de multiples sites cibles bactériens.8 Les crèmes ou solutions topiques contenant de l’argent (par exemple, la sulfadiazine d’argent) sont utilisées depuis longtemps comme pilier du traitement des plaies chez les grands brûlés, qui sont particulièrement sensibles aux infections.1 Cependant, les inconvénients de leur utilisation sont la coloration de la peau et la toxicité.3 En outre, la nécessité de retirer et de réappliquer fréquemment la sulfadiazine d’argent en raison du développement de pseudo-scarcomes est à la fois chronophage pour les professionnels et douloureuse pour les patients.3,9 Une gamme de pansements antimicrobiens contenant de l’argent, soit incorporé dans le pansement, soit appliqué sur le pansement, est désormais disponible pour un usage clinique.10 Cette nouvelle catégorie de pansements est conçue pour fournir l’activité antimicrobienne de l’argent topique dans une application plus pratique. Cependant, les pansements eux-mêmes diffèrent considérablement dans la nature de leur contenu en argent et dans leurs propriétés physiques et chimiques. Cette étude compare l’activité antibactérienne in vitro de 7 de ces pansements contre deux agents pathogènes courants des plaies, Staphylococcus aureus et Pseudomonas aeruginosa. La corrélation entre la teneur en argent et/ou la libération d’argent de chaque pansement et son effet antibactérien est examinée, et les facteurs relatifs à la fourniture d’un environnement optimal pour la cicatrisation des plaies sont comparés afin de fournir une base pour une évaluation globale des propriétés cliniquement valables de chaque pansement.Méthodes Cette étude a évalué les caractéristiques de 7 pansements antimicrobiens propriétaires contenant de l’argent : 3 pansements fibreux-AQUACEL® Ag (ConvaTec, Skillman, NJ, USA ; désignés tout au long de cet article comme non tissés A), Acticoat™ Absorbent (Smith & Nephew, Londres, UK ; désignés tout au long de cet article comme non tissés B), et SILVERCEL™ (Johnson & Johnson Wound Management, Somerville, NJ, USA ; désigné dans cet article comme non tissé C) ; 2 pansements en mousse-Contreet® Foam (Coloplast, Holtedam, Danemark ; désigné dans cet article comme mousse A) et PolyMem® Silver (Ferris, Burr Ridge, Ill, USA ; désigné dans cet article comme mousse B) ; un pansement en gaze-Urgotul® S.Ag (Laboratoires Urgo, Chenôve, France ; appelé gaze dans cet article) ; et une feuille d’hydrogel polymère non adhésif – SilvaSorb® (AcryMed/Medline, Mundelein, Ill, USA ; appelé hydrogel dans cet article). Si les 7 pansements contiennent tous de l’argent, leurs composants et leurs structures varient (tableau 1). Le poids des pansements variait de 1,05 g à 6,93 g pour un morceau de 10 cm x 10 cm. Bactéries. Les pansements ont été testés contre deux pathogènes courants des plaies, à savoir Staphylococcus aureus NCIMB 9518 (gram positif) et Pseudomonas aeruginosa NCIMB 8626 (gram négatif). Mesure de l’activité antibactérienne. L’activité antibactérienne a été évaluée dans des tests de provocation répétée sur une période de 7 jours pour chacun des 7 pansements contenant de l’argent (SCD) et pour un pansement témoin ne contenant pas d’argent (NSCD, AQUACEL®, ConvaTec). Pour reproduire au mieux les conditions cliniques dans lesquelles ces pansements sont utilisés tout en fournissant un environnement cohérent et reproductible pour tous les pansements testés, un liquide de plaie simulé a été préparé, composé à 50 % de sérum de veau fœtal (First Link Ltd, testé pour les mycoplasmes) et à 50 % de diluant de récupération maximale (MRD, LABM, UK ; 0,1 % p/v de peptone et 0,9 % p/v de chlorure de sodium). Les bactéries ont été inoculées dans du liquide de plaie simulée (SWF) de façon à ce que le volume final soit de 10 ml et que la densité de population soit d’environ 1 x 106 cfu/mL. En raison de la plus grande capacité d’absorption du gonflement libre des pansements en mousse, un volume de 20 ml a été utilisé pour permettre de prélever des échantillons en série sans déformer les pansements ; cependant, pour fournir un défi bactérien équivalent, la densité de population bactérienne a été réduite de moitié. Un carré de 5 cm x 5 cm de contrôle SCD ou NSCD a été transféré dans l’inoculum, et les tubes ont été incubés à 35oC. Des échantillons (100 µl) ont été prélevés pour le comptage total des bactéries viables à 4, 24, 48, 72 et 96 heures et au jour 7. Au bout de 48 heures, chaque échantillon a été ré-inoculé avec environ 1 x 106 cfu/mL de l’organisme de provocation original. Chaque test a été réalisé à 4 occasions différentes. Essais chimiques. Mesure de la teneur totale en argent. Les échantillons ont été digérés par chauffage dans un mélange d’acides sulfurique et nitrique concentrés afin de décomposer la matrice de pansement et de libérer et dissoudre tout l’argent présent. Le produit de digestion a ensuite été filtré et dilué avec de l’eau désionisée si nécessaire pour permettre la quantification de l’argent par spectrophotométrie d’absorption atomique. Les déterminations ont été effectuées en triplicata. Mesure du pH des pansements. Trois échantillons de chaque pansement ont été mis en suspension dans de l’eau désionisée dans un rapport de 1:100 (p/v) et ont été mélangés au rouleau à température ambiante pendant 3 heures pour s’assurer que les échantillons avaient atteint l’équilibre. Le pH a été mesuré à l’aide d’un pH-mètre avec une électrode de pH combinée, étalonnée à pH 4 et 7 ou pH 7 et 10, selon le pH de l’échantillon mesuré. Mesure de la libération de l’argent dans l’eau au fil du temps. Une portion pesée (en double) de chaque pansement a été mise en suspension dans de l’eau désionisée à un rapport de 1:100 (p/v), et les échantillons ont été placés dans un environnement à température contrôlée (37 ± 3oC) pendant 7 jours. Pendant cette période, des aliquotes ont été prélevées à intervalles réguliers et le liquide a été remplacé pour maintenir un volume constant. Les échantillons ont été filtrés, dilués comme il se doit, et analysés par spectrométrie d’absorption atomique. Test d’absorption (propriétés de manipulation des fluides). Mesure de l’absorption du fluide sous diverses pressions appliquées. Un échantillon carré de 5 cm x 5 cm de chaque pansement a été pesé (W1), placé sur une plaque perforée en acier inoxydable et recouvert d’une plaque plate en Perspex légèrement plus grande que le pansement. La pression de compression souhaitée a été appliquée en plaçant des poids sur le dessus de la plaque Perspex. L’ensemble du dispositif a ensuite été immergé dans un bac de solution A (solution de chlorure de sodium et de chlorure de calcium, 0,142 mol l-1 et 0,0025 mol l-1, respectivement) à une température de 20oC pendant 20 secondes, de sorte que le matériau du pansement soit complètement recouvert. L’échantillon a été retiré et placé sur une double couche de papier absorbant pour éliminer le liquide s’écoulant librement, puis repesé (W2). Le poids du liquide absorbé et retenu par gramme a été calculé par (W2 – W1)/W1. Mesure de l’effet de mèche vertical. La distance de drainage vertical a été mesurée uniquement pour les pansements fibreux, cette méthode n’étant pas adaptée aux mousses et gazes à drainage libre et aux produits hydrogel solides. Une bande de pansement de 15 mm de large et 100 mm de long a été abaissée verticalement dans un bain de solution A contenant un colorant rouge (0,25 g/L d’éosine) jusqu’à ce que 10 mm de la longueur soit submergée. Après 60 secondes, le mouvement vertical du liquide (en mm) vers le haut du pansement au-dessus de la surface du liquide a été mesuré. Mesure de la vitesse de déshydratation. Un échantillon carré de 5 cm x 5 cm de chaque pansement a été pesé puis immergé dans un volume excessif de solution A à 37oC pendant 30 minutes. Les échantillons ont ensuite été retirés, suspendus par un coin pendant 30 secondes pour éliminer le liquide s’écoulant librement, puis pesés à nouveau. Les échantillons hydratés ont été déposés sur des boîtes de Pétri sèches sans couvercle et placés dans un incubateur à 37oC. La perte de poids de chaque échantillon a été mesurée toutes les heures et le taux de perte de poids a été calculé.Résultats Activité antibactérienne . L’activité antibactérienne des 7 SCDs contre S. aureus (Figure 1) et P. aeruginosa est présentée (Figure 2). Le non-tissé A, le non-tissé B, le non-tissé C et la gaze ont démontré la plus grande activité antibactérienne globale, en réduisant les comptes bactériens pour S. aureus et P. aeruginosa de plus de 1 million d’unités formant des colonies par mL de fluide (cfu/mL) à moins de 500 cfu/mL en 48 heures. Le non-tissé B a réduit le nombre de S. aureus en dessous de la limite de détection (moins de 10 cfu/mL) en 24 heures. Le non-tissé A et le non-tissé B étaient tous deux très efficaces contre P. aeruginosa, réduisant le nombre de microbes viables en dessous de la limite de détection en 24 heures. Lors d’une nouvelle confrontation avec une concentration élevée de bactéries 48 heures après le début du test, le non-tissé A et le non-tissé B sont restés très efficaces contre les deux organismes testés. La gaze (qui contient de la sulfadiazine d’argent) et le non-tissé C ont également montré une efficacité continue contre les deux organismes mais ont été moins efficaces contre P. aeruginosa après une nouvelle provocation. La mousse A, la mousse B et l’hydrogel n’ont montré qu’une activité antibactérienne limitée contre ces organismes. Teneur en argent et libération de l’argent. La teneur totale en argent mesurée des pansements allait de 6 mg à 113 mg pour un échantillon de 10 cm x 10 cm. La teneur était la plus élevée pour le non tissé B et le non tissé C et la plus faible pour le non tissé A et l’hydrogel (Tableau 2). La quantité d’argent libérée dans l’eau purifiée a également varié considérablement, allant de 17 à 111 mg/10 cm x 10 cm de pansement pour la majorité des pansements après 48 heures et s’élevant à un peu plus de 3 000 µg/10 cm x 10 cm pour le non tissé B (1 mg = 1 000 mg). Il n’y avait aucune corrélation entre la libération d’argent et la teneur en argent (Figure 3). Par exemple, le non-tissé B et le non-tissé C ont une teneur totale en argent très similaire, mais la quantité d’argent libérée après 48 heures était environ 50 fois plus importante pour le non-tissé B par rapport au non-tissé C. La comparaison de l’activité antibactérienne des différents pansements n’a également révélé aucune corrélation entre l’effet antibactérien (mesuré dans un modèle SWF) et la teneur en argent des pansements (Figure 4) ou la quantité totale d’argent libérée dans l’eau (Figure 5). En particulier, la teneur en argent ne s’est pas avérée être un facteur prédictif de l’activité antibactérienne. Par exemple, il y avait une différence d’environ 10 fois dans la teneur en argent entre le non-tissé A et le non-tissé B, deux pansements ayant des effets antibactériens très similaires. Inversement, alors que la teneur en argent du non-tissé A, de la gaze et de l’hydrogel était globalement similaire, l’activité antibactérienne différait significativement entre les pansements (Figure 4). Il est important de noter, cependant, que la technique utilisée dans cette étude mesure la quantité totale d’argent en solution et ne peut pas différencier les formes antibactériennes actives de l’argent soluble (ions argent, Ag+) des formes inactives, telles que l’argent métallique (Ag0). Le non-tissé B a montré la libération la plus rapide de grandes quantités d’argent dans l’eau (toutes les valeurs se rapportent à un pansement de 10 cm x 10 cm ; 3 011 µg en 48 heures, 3 116 µg en 7 jours) et a présenté une bonne activité antibactérienne. Le non-tissé A a montré une libération d’argent beaucoup plus faible (17 µg en 48 heures, 27 µg en 7 jours) ; cependant, cela a été associé à une activité équivalente contre P. aeruginosa et à une activité seulement marginalement réduite contre S. aureus. La gaze, qui était marginalement moins efficace contre P. aeruginosa que le non-tissé A et le non-tissé B, présentait un taux de libération d’argent légèrement supérieur à celui du non-tissé A (49 µg après 48 heures, 79 µg après 7 jours). L’hydrogel a montré un taux de libération d’argent plus rapide que la gaze (111 µg en 48 heures) et a atteint un niveau de 179 µg au 7ème jour. L’hydrogel a montré une activité antibactérienne moindre que le non-tissé A, le non-tissé B ou la gaze. Un résumé de la teneur en argent, de la vitesse de libération de l’argent et de l’activité antibactérienne pour tous les pansements est présenté dans le tableau 2. Propriétés de traitement des fluides. Absorption des fluides. L’absorption des fluides par gonflement libre (lorsqu’aucune compression n’est appliquée au pansement) varie de 0,2 à 66,8 (toutes les valeurs sont exprimées en g par 10 cm x 10 cm) et est la plus élevée pour les deux pansements en mousse et la plus faible pour la gaze. L’absorption du liquide de gonflement libre pour le non-tissé A était presque aussi importante que l’absorption pour la mousse B mais était supérieure à l’absorption pour les autres pansements non-mousse. Lorsque cette expérience a été répétée avec une compression du pansement de 40 mmHg (typique de la force appliquée par les bandages de compression), l’absorption des fluides est restée la plus importante pour la mousse A (32,9) mais était plus importante pour le non-tissé A (11,4) que pour la mousse B (Tableau 3). L’absorption des fluides pour la mousse B et les autres pansements était comprise entre 0,1 et 8,1. La différence d’absorption de liquide entre ces deux expériences a été utilisée pour indiquer la quantité de liquide qui pourrait être extraite du pansement si une pression était appliquée (la rétention de liquide du pansement). Le pourcentage de perte de liquide était d’environ 20 % pour le non-tissé A et le non-tissé B, contre environ 50 % pour les autres pansements (Figure 6). Distance de mèche verticale. La distance de mèche verticale a été déterminée pour les 3 pansements fibreux. Pour le non tissé A et le non tissé C, les distances de mèche étaient de 12,5 et 17,8 mm, respectivement, en utilisant la procédure de test standard. En utilisant cette procédure, le fluide ne semblait pas être absorbé par le non tissé B mais restait à la surface du pansement, ce qui suggère qu’il y a probablement un délai avant que l’absorption du fluide ne se produise avec ce pansement. La période d’essai a ensuite été prolongée pour le non tissé B jusqu’à ce que l’absorption se produise et que la distance de mèche s’équilibre. Dans ces conditions, la distance de mèche verticale pour le non-tissé B était de 33 mm. Déshydratation. Le taux de déshydratation a été évalué pour 6 pansements. (Le non tissé B a été exclu, car il n’a pas été possible d’hydrater ce pansement de manière reproductible). Le taux de déshydratation allait de 0,0116 g/min pour le non-tissé A à 0,0251 g/min pour la mousse A (Figure 7). La plupart des pansements se sont desséchés en 23 heures environ ; cependant, pour la gaze, la déshydratation complète s’est produite après 40 minutes environ. Le test a été interrompu à ce moment-là. pH des pansements. Le pH de chacun des pansements dans l’eau a été mesuré au cours d’une journée. Après 3 heures, les valeurs de pH allaient de 5,4 pour le non tissé A à 9,5 pour le non tissé B (Tableau 4). Après 24 heures, la plage de pH a été réduite : les valeurs inférieures sont restées constantes à 5,4 (non-tissé A), mais les valeurs supérieures ont été réduites à 7,7 (non-tissé B, mousse B). Discussion Comme prévu, chaque DSC examiné dans cette étude a montré un certain degré d’activité antibactérienne contre les pathogènes de la plaie testés, à l’exception de la mousse B, qui était inefficace contre P. aeruginosa et seulement marginalement efficace contre S. aureus. Le non-tissé B a réduit le nombre de S. aureus en dessous de la limite de détection après 24 heures. Cependant, le non-tissé A, le non-tissé B, la gaze et le non-tissé C sont tous restés efficaces après une nouvelle provocation par S. aureus. Le non-tissé A et le non-tissé B étaient tous deux très efficaces contre P. aeruginosa, réduisant le nombre de bactéries à des niveaux indétectables dans les 24 heures. La gaze et le non-tissé C ont également été efficaces contre la provocation initiale mais ont été moins efficaces contre une nouvelle provocation par P. aeruginosa. Ces données démontrant l’activité antibactérienne des pansements contenant de l’argent sont similaires à celles rapportées précédemment pour le non tissé A,5,6 le non tissé B (sous d’autres formes),11 l’hydrogel,10 et la mousse A.10 La comparaison de la teneur en argent des 7 pansements a révélé une différence de plus de 10 fois entre le non tissé C et le non tissé B (pansements ayant la teneur en argent la plus élevée) et le non tissé A et l’hydrogel (pansements ayant la teneur la plus faible). Il y avait une différence encore plus grande (180 fois) dans la quantité d’argent libérée dans l’eau après 48 heures entre le non-tissé B (présentant la plus grande libération) et le non-tissé A (présentant la plus faible libération d’argent). Ces différences, cependant, ne sont pas en corrélation avec l’activité antibactérienne observée. Il est important de se rappeler que tous les tests publiés sur les concentrations aqueuses d’argent (y compris cette étude) ne font pas la distinction entre l’argent ionique actif (Ag+) et l’argent inactif en solution (par exemple, Ag0) – c’est-à-dire qu’ils mesurent uniquement l’argent total. Les résultats de cette étude montrent toutefois qu’une plus grande quantité d’argent (sous quelque forme que ce soit) libérée par un pansement n’entraîne pas nécessairement un taux ou un degré plus élevé d’activité antimicrobienne. En conjonction avec la concentration totale d’argent dans l’eau, mesurée ou calculée, la concentration minimale inhibitrice (CMI) est un test largement répandu qui a été utilisé pour prédire l’efficacité antimicrobienne potentielle des pansements. Dans ces tests de laboratoire, l’argent ionique est ajouté à une culture test sous la forme d’une solution simple, et l’on suppose que tout l’argent ajouté reste actif. Dans ces conditions, la CMI de l’argent est généralement comprise entre 5 et 40 µg/ml.12 Cette valeur est inférieure à la concentration d’argent libérée par le non-tissé B dans cette étude et dans d’autres12, ce qui justifierait l’utilisation des CMI dans la sélection des pansements. Cependant, d’autres pansements (par exemple, le non tissé A) ont montré une activité antimicrobienne très similaire à celle du non tissé B, mais avec un niveau de libération d’argent bien plus faible (17 µg contre 3,011 µg par pansement de 10 cm x 10 cm sur 48 heures) et avec une concentration totale d’argent mesurée en solution aussi faible que 1 µg/ml.13 Cela suggère que l’utilisation des données CMI dans la sélection d’un DSC pourrait être erronée et, par conséquent, inappropriée. Dans le cas des DCT, les hypothèses formulées pour les tests de CMI peuvent ne pas être valables. Par exemple, une solution simple administrée en bolus ne peut pas être utilisée pour représenter une formulation complexe à libération lente. La documentation promotionnelle des produits et les recherches parrainées par les entreprises indiquent que bon nombre des produits testés ont une faible tendance à déverser l’argent en dose et offrent une disponibilité prolongée et/ou contrôlée de l’argent.14 De même, l’argent ne peut pas être assimilé aux formes actives de l’argent et, comme l’a démontré cette étude, il ne semble pas y avoir de corrélation entre l’argent total en solution et l’efficacité antimicrobienne. La nature oligodynamique de l’argent ionique pourrait expliquer ce comportement des DSC.4 L’exposition à de faibles niveaux d’argent ionique constamment renouvelé pendant une période prolongée entraîne l’accumulation sélective d’ions argent dans la cellule bactérienne, puis sa mort. La concentration d’argent ionique est maintenue à un faible niveau en raison de la faible solubilité des ions argent dans les fluides de la plaie. Une activité optimale est donc observée pour les pansements qui peuvent produire et maintenir la plus forte concentration d’argent ionique permise par l’environnement total de la plaie. Étant donné qu’il est difficile d’évaluer avec précision chacune de ces propriétés d’un pansement par de simples mesures chimiques, il est probable qu’une mesure directe de l’activité antibactérienne dans un environnement de plaie simulé (tel qu’utilisé dans cette étude) constitue une mesure plus précise de l’activité antimicrobienne clinique potentielle que les mesures de la teneur en argent ou de la libération dans une solution non réaliste, telle que l’eau, ou les mesures des données de CMI. Certains commentateurs ont suggéré que la libération de grandes quantités d’argent dans la plaie peut avoir des effets néfastes sur la cicatrisation,15 et certains rapports font état d’effets toxiques systémiques, tels qu’un dysfonctionnement rénal.16 Burrell12 a commenté le fait que des traitements, tels que la sulfadiazine d’argent (SSD), qui compensent l’inactivation des ions argent en fournissant un grand excès d’agent argent actif, ont créé des problèmes pour les prestataires de soins et les patients. Au cours de la présente étude, il a été noté que l’eau désionisée dans laquelle l’argent était libéré devenait jaune après utilisation avec le non-tissé B et le non-tissé C. Cela suggère que dans les cas où l’argent se présente initialement sous une forme métallique et non ionique et où les concentrations d’argent dans le pansement sont particulièrement élevées, une réaction se produit entre les pansements et l’argent qu’ils contiennent. La plaie peut être exposée au composé ou au complexe jaune résultant, dont les effets restent à déterminer. L’expérience clinique avec diverses formes de non tissé B a montré qu’il peut entraîner un dépôt d’argent dans la plaie et une coloration ultérieure.17 Trois études in vitro ont également montré que la libération d’argent nanocristallin par les pansements est toxique pour les kératinocytes et les fibroblastes.18-20 Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour clarifier les effets de ce phénomène sur la cicatrisation des plaies. Comme l’a souligné Lansdown21, les composants physiques des DSC sont également importants pour le rôle qu’ils jouent dans l’amélioration de l’environnement de la plaie et la promotion de conditions favorables à la réépithélisation et à la réparation. Parmi les propriétés examinées dans cette étude, la gestion des fluides est particulièrement importante pour le choix du pansement. Idéalement, un pansement doit être capable d’absorber rapidement l’exsudat, avoir une capacité d’absorption élevée et ne pas libérer de liquide lorsqu’il est comprimé (par exemple, lorsqu’un patient se tourne dans son lit). La comparaison des propriétés de traitement des fluides des 7 SCD a mis en évidence une variété d’effets. Le non-tissé C et les 2 mousses ont montré une capacité d’absorption élevée ; cependant, une capacité de rétention beaucoup plus faible suggère que jusqu’à 50% du fluide absorbé pourrait être perdu dans des conditions de compression. Le non-tissé A a montré un haut niveau d’absorption mais a également démontré une rétention de fluide supérieure avec une baisse de seulement environ 20% sous compression. Ceci était associé à un faible degré de mèche capillaire. En revanche, la gaze a montré de mauvaises propriétés de manipulation des fluides, avec une très faible capacité d’absorption. Initialement, la surface du pansement non tissé B semblait être hydrophobe, résistant à l’absorption de tout fluide. Lorsque l’absorption se produisait, elle était inférieure à celle attendue pour un pansement de type alginate. Le non tissé B a également montré une tendance à absorber le liquide, une propriété physique qui peut entraîner des fuites, une macération et d’éventuelles lésions tissulaires dans la zone péri-lésionnelle. La déshydratation est une mesure du degré de fixation du liquide dans le pansement et peut être une indication de la capacité du pansement à maintenir un environnement humide pour une cicatrisation optimale de la plaie. Les taux de déshydratation dans cette étude ont été mesurés sans la présence d’un pansement de couverture secondaire et sont une indication des propriétés relatives des pansements eux-mêmes. Pour une surface de pansement fixe, le non-tissé A et le non-tissé C présentaient les taux de déshydratation les plus faibles. La gaze, les mousses et l’hydrogel présentaient des taux de déshydratation nettement plus élevés. Le pH du pansement a été mesuré pour fournir une indication de la façon dont la surface d’un pansement change lorsqu’elle est mouillée. Il a été suggéré que les pansements dont le pH est légèrement acide (similaire à celui de la peau saine ; pH de 5,5) peuvent être plus confortables à porter. Cependant, certains rapports font état d’une irritation ou d’une sensation de picotement après l’absorption d’un exsudat, ce qui suggère qu’un changement de pH du pansement peut se produire. Les pansements tels que le non-tissé B et la gaze présentaient un pH alcalin (supérieur à pH 7), qui s’est progressivement adapté à un pH plus neutre (pH 7) au bout de 24 heures, ce qui indique qu’une certaine forme de réaction chimique peut avoir lieu. En revanche, le non-tissé A et l’hydrogel sont restés stables tout au long de l’étude, avec des valeurs de pH légèrement acides de 5,4 et 6,6/6,5, respectivement. Le tableau 5 résume les propriétés physiques, chimiques et antibactériennes des DSC exclusifs étudiés. Cela démontre l’éventail des propriétés des pansements examinés, ce qui peut avoir des implications pour leur utilisation clinique. Le mélange de propriétés antibactériennes et de propriétés de manipulation des fluides montré dans ces études suggère que les pansements antibactériens individuels contenant de l’argent ont des caractéristiques différentes qui les rendent plus ou moins adaptés à différents types de plaies. Cette étude suggère que le choix d’un pansement antibactérien doit être basé sur une évaluation des propriétés globales du pansement cliniquement pertinentes pour le type et l’état de la plaie plutôt que sur la teneur ou le dépôt d’argent seul. Conclusions La sélection des pansements est un élément essentiel de la gestion réussie des plaies infectées et des personnes à risque d’infection. Le choix d’un pansement antibactérien approprié doit être basé sur le type et l’état de la plaie et sur des mesures cliniquement applicables, telles que les effets antibactériens, de cicatrisation et de traitement des exsudats, et non sur un seul paramètre de laboratoire.