La colonización e infección de las heridas representa un doble problema para los médicos. En primer lugar, existe la posibilidad de que se retrase la cicatrización de la herida, sobre todo en presencia de un sistema inmunitario comprometido o cuando la herida está muy contaminada o mal perfundida.1 En segundo lugar, las heridas colonizadas e infectadas son una fuente potencial de infección cruzada, lo cual es especialmente preocupante a medida que continúa la propagación de especies resistentes a los antibióticos. Para los pacientes, una herida infectada puede tener consecuencias adicionales, como un aumento del dolor y las molestias, un retraso en la vuelta a las actividades normales y la posibilidad de una enfermedad potencialmente mortal. Para los profesionales sanitarios, hay que tener en cuenta el aumento de los costes de tratamiento y el tiempo de enfermería.1,2 Hasta hace poco, la infección local de las heridas era un reto con pocas opciones de tratamiento. Sin embargo, la aparición de apósitos avanzados para heridas que contienen agentes antimicrobianos tópicos, como la plata, ha proporcionado un nuevo enfoque para el control de los patógenos de las heridas.3,4 La plata tiene una actividad antimicrobiana demostrada que incluye a las bacterias resistentes a los antibióticos, como el Staphylococcus aureus resistente a la meticilina (SARM) y los enterococos resistentes a la vancomicina (ERV).4 Su papel como agente antimicrobiano es especialmente atractivo, ya que tiene un amplio espectro de actividad antimicrobiana5,6 con una toxicidad mínima hacia las células de mamíferos a bajas concentraciones7 y tiene una tendencia menos probable que los antibióticos a inducir resistencia debido a su actividad en múltiples sitios bacterianos objetivo.8 Las cremas o soluciones tópicas que contienen plata (p. ej., sulfadiazina de plata) se han utilizado durante mucho tiempo como pilar del tratamiento de heridas en pacientes con quemaduras que son especialmente susceptibles a la infección.1 Sin embargo, las desventajas de su uso incluyen la tinción de la piel y la toxicidad.3 Además, la necesidad de retirar y reaplicar con frecuencia la sulfadiazina de plata debido al desarrollo de pseudoescaras requiere mucho tiempo para los profesionales y es dolorosa para los pacientes.3,9 En la actualidad existe una gama de apósitos antimicrobianos que contienen plata incorporada o aplicada al apósito.10 Esta nueva clase de apósitos está diseñada para proporcionar la actividad antimicrobiana de la plata tópica en una aplicación más cómoda. Sin embargo, los propios apósitos difieren considerablemente en la naturaleza de su contenido de plata y en sus propiedades físicas y químicas. Este estudio compara la actividad antibacteriana in vitro de 7 de estos apósitos contra dos patógenos comunes de las heridas, Staphylococcus aureus y Pseudomonas aeruginosa. Se examina la correlación entre el contenido de plata y/o la liberación de plata de cada apósito y su efecto antibacteriano, y se comparan los factores relacionados con la provisión de un entorno óptimo para la cicatrización de la herida con el fin de proporcionar una base para una evaluación general de las propiedades clínicamente valiosas de cada apósito.Métodos Este estudio evaluó las características de 7 apósitos antimicrobianos patentados que contienen plata: 3 apósitos fibrosos -AQUACEL® Ag (ConvaTec, Skillman, NJ, EE.UU.; denominado en este artículo como no tejido A), Acticoat™ Absorbent (Smith & Nephew, Londres, Reino Unido; denominado en este artículo como no tejido B), y SILVERCEL™ (Johnson & Johnson Wound Management, Somerville, NJ, EE.UU; referido a lo largo de este artículo como tejido no tejido C); 2 apósitos de espuma-Contreet® Foam (Coloplast, Holtedam, Dinamarca; referido a lo largo de este artículo como espuma A) y PolyMem® Silver (Ferris, Burr Ridge, Ill, USA; referido a lo largo de este artículo como espuma B); un apósito de gasa-Urgotul® S.Ag (Laboratoires Urgo, Chenôve, Francia; denominado en este artículo gasa); y una lámina de hidrogel polimérico no adhesivo-SilvaSorb® (AcryMed/Medline, Mundelein, Ill, EE.UU.; denominado en este artículo hidrogel). Aunque los 7 apósitos contienen plata, varían en sus componentes y estructuras (Tabla 1). El peso de los apósitos oscilaba entre 1,05 g y 6,93 g para una pieza de 10 cm x 10 cm. Bacterias. Los apósitos se probaron contra dos patógenos comunes de las heridas, a saber, Staphylococcus aureus NCIMB 9518 (grampositivo) y Pseudomonas aeruginosa NCIMB 8626 (gramnegativo). Medición de la actividad antibacteriana. La actividad antibacteriana se evaluó en ensayos de desafío repetido durante un período de 7 días para cada uno de los 7 apósitos que contienen plata (SCD) y para un apósito de control que no contiene plata (NSCD, AQUACEL®, ConvaTec). Para reproducir de la mejor manera posible las condiciones clínicas en las que se utilizan estos apósitos, proporcionando al mismo tiempo un entorno consistente y reproducible en todos los apósitos probados, se preparó un fluido de herida simulado consistente en un 50% de suero fetal de ternera (First Link Ltd, testado por micoplasma) y un 50% de diluyente de máxima recuperación (MRD, LABM, Reino Unido; 0,1% p/v de peptona y 0,9% p/v de cloruro sódico). Las bacterias se inocularon en el líquido de la herida simulado (SWF) de forma que el volumen final fuera de 10 mL, y la densidad de población fuera de aproximadamente 1 x 106 ufc/mL. Debido a la mayor capacidad de absorción de hinchamiento libre de los apósitos de espuma, se utilizó un volumen de 20 mL para poder tomar muestras en serie sin distorsionar los apósitos; sin embargo, para proporcionar un desafío bacteriano equivalente, la densidad de población bacteriana se redujo a la mitad. Se transfirió un cuadrado de 5 cm x 5 cm de control SCD o NSCD al inóculo, y los tubos se incubaron a 35oC. Se extrajeron muestras (100 µl) para realizar recuentos viables totales a las 4, 24, 48, 72 y 96 horas y el día 7. En el punto de tiempo de 48 horas, cada muestra de prueba se reinoculó con aproximadamente 1 x 106 ufc/mL del organismo de desafío original. Cada prueba se realizó en 4 ocasiones distintas. Ensayos químicos. Medición del contenido total de plata. Las muestras se digirieron calentándolas en una mezcla de ácidos sulfúrico y nítrico concentrados para romper la matriz del apósito y liberar y disolver toda la plata presente. A continuación, se filtró el digerido y se diluyó con agua desionizada según fuera necesario para permitir la cuantificación de la plata mediante espectrofotometría de absorción atómica. Las determinaciones se realizaron por triplicado. Medición del pH del apósito. Se suspendieron tres muestras de cada apósito en agua desionizada en una proporción de 1:100 (p/v) y se mezclaron con rodillo a temperatura ambiente durante 3 horas para asegurar que las muestras habían alcanzado el equilibrio. El pH se midió utilizando un medidor de pH con un electrodo de pH combinado, calibrado a pH 4 y 7 o a pH 7 y 10, según el pH de la muestra que se estaba midiendo. Medición de la liberación de plata en el agua a lo largo del tiempo. Una porción pesada (por duplicado) de cada apósito se suspendió en agua desionizada en una proporción de 1:100 (p/v), y las muestras se colocaron en un entorno de temperatura controlada (37 ± 3oC) durante 7 días. Durante este periodo, se extrajeron alícuotas a intervalos de tiempo y se reemplazó el líquido para mantener un volumen constante. Las muestras se filtraron, se diluyeron de forma adecuada y se analizaron por espectrometría de absorción atómica. Pruebas de absorción (propiedades de manejo de fluidos). Medición de la absorción de fluidos bajo diversas presiones aplicadas. Se pesó una muestra cuadrada de 5 cm x 5 cm de cada apósito (W1), se colocó en una placa de acero inoxidable perforada y se cubrió con una placa plana de Perspex ligeramente más grande que el apósito. Se aplicó la presión de compresión deseada colocando pesos en la parte superior de la placa de Perspex. A continuación, se sumergió todo el conjunto en una bandeja de solución A (solución de cloruro de sodio y cloruro de calcio, 0,142 mol l-1 y 0,0025 mol l-1, respectivamente) a una temperatura de 20oC durante 20 segundos para que el material del apósito quedara completamente cubierto. La muestra se retiró y se colocó sobre una doble capa de papel absorbente para eliminar el líquido que escurría libremente y luego se volvió a pesar (W2). El peso del líquido absorbido y retenido por gramo se calculó mediante (W2 – W1)/W1. Medición de la absorción vertical. La distancia de mecha vertical se midió sólo para los apósitos fibrosos, ya que este método no es adecuado para las espumas y gasas de drenaje libre y los productos de hidrogel sólido. Una tira de apósito de 15 mm de ancho y 100 mm de largo se bajó verticalmente en un baño de solución A que contenía un colorante rojo (0,25 g/L de eosina) hasta sumergir 10 mm de la longitud. Después de 60 segundos, se midió el movimiento vertical del líquido (en mm) hacia arriba del apósito por encima de la superficie del líquido. Medición de la tasa de deshidratación. Se pesó una muestra cuadrada de 5 cm x 5 cm de cada apósito y se sumergió en un volumen excesivo de solución A a 37oC durante 30 minutos. A continuación se sacaron las muestras, se suspendieron por una esquina durante 30 segundos para eliminar el líquido que escurría libremente y se volvieron a pesar. Las muestras hidratadas se colocaron en placas de Petri secas sin tapa y se colocaron en una incubadora a 37oC. Se midió la pérdida de peso de cada muestra cada hora y se calculó la tasa de pérdida de peso.Resultados Actividad antibacteriana. La actividad antibacteriana de los 7 SCD contra S. aureus (Figura 1) y P. aeruginosa es la que se muestra (Figura 2). El tejido no tejido A, el tejido no tejido B, el tejido no tejido C y la gasa demostraron la mayor actividad antibacteriana global, reduciendo los recuentos bacterianos tanto de S. aureus como de P. aeruginosa de más de 1 millón de unidades formadoras de colonias por mL de líquido (ufc/mL) a menos de 500 ufc/mL en 48 horas. El tejido no tejido B redujo el recuento de S. aureus por debajo del límite de detección (menos de 10 ufc/mL) en 24 horas. Tanto el tejido no tejido A como el tejido no tejido B fueron muy eficaces contra P. aeruginosa, reduciendo el recuento microbiano viable por debajo del límite de detección en 24 horas. Al volver a desafiar con una alta concentración de bacterias 48 horas después del inicio de la prueba, tanto el no tejido A como el no tejido B siguieron siendo muy eficaces contra ambos organismos de la prueba. La gasa (que contiene sulfadiazina de plata) y el tejido no tejido C también mostraron una eficacia continua contra ambos organismos, pero fueron menos eficaces contra P. aeruginosa tras la reexposición. La espuma A, la espuma B y el hidrogel sólo mostraron una actividad antibacteriana limitada contra estos organismos. Contenido de plata y liberación de plata. El contenido total de plata medido en los apósitos osciló entre 6 mg y 113 mg para una muestra de 10 cm x 10 cm. El contenido fue mayor para el tejido no tejido B y el tejido no tejido C y menor para el tejido no tejido A y el hidrogel (Tabla 2). La cantidad de plata liberada en el agua purificada también varió ampliamente, oscilando entre 17 y 111 mg/10 cm x 10 cm de apósito para la mayoría de los apósitos después de 48 horas y aumentando hasta un poco más de 3.000 µg/10 cm x 10 cm para el no tejido B (1 mg = 1.000 mg). No hubo correlación entre la liberación de plata y el contenido de plata (Figura 3). Por ejemplo, el no tejido B y el no tejido C tienen un contenido total de plata muy similar, pero la cantidad de plata liberada después de 48 horas fue aproximadamente 50 veces mayor para el no tejido B en comparación con el no tejido C. La comparación de la actividad antibacteriana de los distintos apósitos tampoco reveló ninguna correlación entre el efecto antibacteriano (medido en un modelo SWF) y el contenido de plata de los apósitos (figura 4) o la plata total liberada en el agua (figura 5). En particular, se comprobó que el contenido de plata no era un factor predictivo de la actividad antibacteriana. Por ejemplo, había una diferencia de aproximadamente 10 veces en el contenido de plata entre el tejido no tejido A y el tejido no tejido B, dos apósitos con efectos antibacterianos muy similares. Por el contrario, mientras que el contenido de plata del tejido no tejido A, la gasa y el hidrogel era muy similar, la actividad antibacteriana difería significativamente entre los apósitos (Figura 4). No obstante, es importante señalar que la técnica utilizada en este estudio mide la cantidad total de plata en la solución y no puede diferenciar entre las formas antibacterianas activas de la plata soluble (iones de plata, Ag+) y las formas inactivas, como la plata metálica (Ag0). El no tejido B mostró la liberación más rápida de grandes cantidades de plata en el agua (todos los valores se refieren a un apósito de 10 cm x 10 cm; 3.011 µg a las 48 horas, 3.116 µg a los 7 días) y tuvo una buena actividad antibacteriana. La tela no tejida A mostró una liberación de plata mucho menor (17 µg a las 48 horas, 27 µg a los 7 días); sin embargo, esto se asoció con una actividad equivalente contra P. aeruginosa y una actividad sólo marginalmente reducida contra S. aureus. La gasa, que fue marginalmente menos eficaz contra P. aeruginosa que la tela no tejida A y la tela no tejida B, tuvo una tasa de liberación de plata ligeramente mayor que la tela no tejida A (49 µg a las 48 horas, 79 µg a los 7 días). El hidrogel mostró una tasa de liberación de plata más rápida que la gasa (111 µg a las 48 horas) y alcanzó un nivel de 179 µg al séptimo día. El hidrogel mostró una menor actividad antibacteriana que la tela no tejida A, la tela no tejida B o la gasa. En la tabla 2 se muestra un resumen del contenido de plata, la tasa de liberación de plata y la actividad antibacteriana de todos los apósitos. Propiedades de manejo de fluidos. Absorción de fluidos. La absorción de fluidos por hinchamiento libre (cuando no se aplicó compresión al apósito) osciló entre 0,2 y 66,8 (todos los valores en g por 10 cm x 10 cm) y fue mayor para los 2 apósitos de espuma y menor para la gasa. La absorción de líquido de hinchamiento libre para el tejido no tejido A fue casi tan grande como la absorción de la espuma B, pero fue mayor que la absorción de los otros apósitos sin espuma. Cuando se repitió este experimento con una compresión del apósito de 40 mmHg (típica de la fuerza aplicada por el vendaje de compresión), la absorción de fluidos siguió siendo mayor para la espuma A (32,9), pero fue mayor para el tejido no tejido A (11,4) que para la espuma B (Tabla 3). La absorción de fluidos para la espuma B y los demás apósitos osciló entre 0,1 y 8,1. La diferencia en la absorción de fluidos entre estos 2 experimentos se utilizó para indicar la cantidad de fluido que podría salir del apósito si se aplicara presión (la retención de fluidos del apósito). El porcentaje de pérdida de líquido fue de aproximadamente el 20% para el no tejido A y el no tejido B, en comparación con aproximadamente el 50% para los otros apósitos (Figura 6). Distancia de absorción vertical. Se determinó la distancia de mecha vertical para los 3 apósitos fibrosos. Para el tejido no tejido A y el tejido no tejido C, las distancias de absorción fueron de 12,5 y 17,8 mm, respectivamente, utilizando el procedimiento de prueba estándar. Utilizando este procedimiento, el líquido no parecía ser absorbido por el no tejido B, sino que permanecía en la superficie del apósito, lo que sugiere que es probable que haya un retraso antes de que se produzca la absorción de líquido con este apósito. El período de prueba se prolongó para el no tejido B hasta que se produjo la absorción y se permitió que la distancia de mecha se equilibrara. En estas condiciones, la distancia de absorción vertical del no tejido B fue de 33 mm. Deshidratación. Se evaluó la tasa de deshidratación de 6 apósitos. (Se excluyó el no tejido B, ya que no fue posible hidratar este apósito de forma reproducible). La tasa de deshidratación osciló entre 0,0116 g/min para el no tejido A y 0,0251 g/min para la espuma A (Figura 7). La mayoría de los apósitos se secaron en aproximadamente 23 horas; sin embargo, en el caso de la gasa, la deshidratación completa se produjo después de aproximadamente 40 minutos. El ensayo se interrumpió en ese momento. pH de los apósitos. Se midió el pH de cada uno de los apósitos en agua en el transcurso de 1 día. Después de 3 horas, los valores de pH oscilaron entre 5,4 para el no tejido A y 9,5 para el no tejido B (Tabla 4). Después de 24 horas, el rango de pH se redujo: los valores más bajos se mantuvieron constantes en 5,4 (tejido no tejido A), pero los valores más altos se redujeron a 7,7 (tejido no tejido B, espuma B). Discusión Como se esperaba, cada uno de los DSC examinados en este estudio mostró un grado de actividad antibacteriana contra los patógenos de la herida probados, con la excepción de la espuma B, que fue ineficaz contra P. aeruginosa y sólo marginalmente eficaz contra S. aureus. El no tejido B redujo el recuento de S. aureus por debajo del límite de detección a las 24 horas. Sin embargo, la tela no tejida A, la tela no tejida B, la gasa y la tela no tejida C siguieron siendo eficaces después de la reexposición con S. aureus. El tejido no tejido A y el tejido no tejido B fueron muy eficaces contra P. aeruginosa, reduciendo el recuento bacteriano a niveles indetectables en 24 horas. La gasa y el tejido no tejido C también fueron eficaces contra la exposición inicial, pero fueron menos eficaces contra la nueva exposición a P. aeruginosa. Estos datos que demuestran la actividad antibacteriana de los apósitos que contienen plata son similares a los comunicados anteriormente para el tejido no tejido A,5,6 el tejido no tejido B (en formas alternativas),11 el hidrogel,10 y la espuma A.10 La comparación del contenido de plata de los 7 apósitos reveló una diferencia de más de 10 veces entre el tejido no tejido C y el tejido no tejido B (apósitos con el mayor contenido de plata) y el tejido no tejido A y el hidrogel (apósitos con el menor contenido). Había una diferencia aún mayor (180 veces) en la cantidad de plata liberada en el agua después de 48 horas entre el no tejido B (que mostraba la mayor liberación) y el no tejido A (que mostraba la menor liberación de plata). Estas diferencias, sin embargo, no se correlacionan con la actividad antibacteriana observada. Es importante recordar que todas las pruebas publicadas sobre las concentraciones de plata acuosa (incluido este estudio) no distinguen entre la plata iónica activa (Ag+) y la plata inactiva en la solución (por ejemplo, Ag0), es decir, sólo miden la plata total. Los resultados de este estudio muestran, sin embargo, que una mayor cantidad de plata (en cualquier forma) liberada por un apósito no conduce necesariamente a una mayor tasa o grado de actividad antimicrobiana. Junto con una concentración total de plata acuosa medida o calculada, una prueba ampliamente divulgada que se ha utilizado para predecir la eficacia antimicrobiana potencial de los apósitos es la concentración inhibitoria mínima (CIM). En estas pruebas de laboratorio, se añade plata iónica a un cultivo de prueba en forma de solución simple, y se supone que toda la plata añadida permanece activa. En estas condiciones, la CIM para la plata suele estar en el rango de 5-40 µg/mL.12 Este valor es menor que la concentración de plata que ha demostrado ser liberada por el tejido no tejido B en este y otros estudios,12 lo que apoyaría el uso de las CIM en la selección de apósitos. Sin embargo, otros apósitos (p. ej., el no tejido A) han mostrado una actividad antimicrobiana muy similar a la del no tejido B, pero con un nivel de liberación de plata muy inferior (17 µg en comparación con 3.011 µg por apósito de 10 cm x 10 cm durante 48 horas) y con una concentración total de plata medida en la solución de tan sólo 1 µg/mL.13 Esto sugeriría que el uso de los datos de CMI en la selección de un DSC podría ser erróneo y, por tanto, inapropiado. En el caso de las DSC, las suposiciones hechas para las pruebas de CIM pueden no ser válidas. Por ejemplo, una solución simple administrada en bolo no puede utilizarse para representar una formulación compleja de liberación lenta. La literatura promocional del producto y la investigación patrocinada por la empresa indican que muchos de los productos probados tienen una baja tendencia a dosificar la plata y proporcionan una disponibilidad prolongada y/o controlada de la plata.14 Del mismo modo, la plata no puede equipararse a las formas activas de la plata, y como se demostró en este estudio, no parece haber ninguna correlación entre la plata total en la solución y la eficacia antimicrobiana. Una posible explicación de por qué las SCD se comportan de esta manera es la naturaleza oligodinámica de la plata iónica.4 La exposición a niveles bajos de plata iónica constantemente repuestos durante un periodo de tiempo prolongado provoca la acumulación selectiva de iones de plata dentro de la célula bacteriana y su posterior muerte. La concentración de plata iónica se mantiene baja debido a la baja solubilidad de los iones de plata en los fluidos de la herida. Por tanto, la actividad óptima se observa en los apósitos que pueden producir y mantener la mayor concentración de plata iónica permitida por el entorno total de la herida. Dado que es difícil evaluar cada una de estas propiedades de un apósito con precisión mediante simples mediciones químicas, es probable que una medida directa de la actividad antibacteriana en un entorno de herida simulado (como el utilizado en este estudio) sea una medida más precisa de la posible actividad antimicrobiana clínica que las medidas del contenido o la liberación de plata en una solución no realista, como el agua, o las medidas de los datos de la CIM. Algunos comentaristas han sugerido que la liberación de grandes cantidades de plata en la herida puede tener efectos perjudiciales para la cicatrización,15 y ha habido algunos informes de efectos tóxicos sistémicos, como la disfunción renal.16 Burrell12 ha comentado el hecho de que los tratamientos, como la sulfadiazina de plata (SSD), que compensan la inactivación de los iones de plata proporcionando un gran exceso de agente de plata activo, han creado problemas para los proveedores de atención sanitaria y los pacientes. Durante el transcurso del presente estudio, se observó que el agua desionizada en la que se liberaba la plata se volvía amarilla después de su uso con el tejido no tejido B y con el tejido no tejido C. Esto sugiere que en los casos en los que la plata se presenta inicialmente en forma metálica y no iónica y en los que las concentraciones de plata en el apósito son particularmente altas, se produce una reacción entre los apósitos y la plata contenida en ellos. La herida puede quedar expuesta al compuesto o complejo amarillo resultante, cuyos efectos están por determinar. La experiencia clínica con diversas formas de tejido no tejido B ha demostrado que puede dar lugar a la deposición de plata en la herida y a la subsiguiente tinción.17 Tres estudios in vitro también han demostrado que la liberación de plata nanocristalina de los apósitos es tóxica para los queratinocitos y los fibroblastos.18-20 Es necesario seguir investigando para aclarar los efectos de esto en la cicatrización de la herida. Como ha destacado Lansdown21 , los componentes físicos de los DSC también son importantes por el papel que desempeñan en la mejora del entorno de la herida y la promoción de condiciones favorables para la reepitelización y la reparación. De las propiedades examinadas en este estudio, el manejo de fluidos es de especial importancia para la elección del apósito. Idealmente, un apósito debería tener la capacidad de absorber rápidamente el exudado, tener una gran capacidad de absorción y no liberar líquido cuando se comprime (por ejemplo, cuando un paciente se gira en la cama). La comparación de las propiedades de manejo de fluidos de los 7 apósitos demostró una variedad de efectos. El no tejido C y las 2 espumas mostraron una alta capacidad de absorción; sin embargo, una capacidad de retención mucho menor sugiere que hasta el 50% del líquido absorbido podría perderse en condiciones de compresión. El no tejido A mostró un alto nivel de absorción, pero también demostró una retención de fluidos superior, con una caída de sólo alrededor del 20% bajo compresión. Esto se combinó con un bajo grado de absorción capilar. Por el contrario, la gasa demostró unas pobres propiedades de manejo de fluidos, teniendo una capacidad de absorción muy baja. Inicialmente, la superficie del apósito no tejido B parecía ser hidrofóbica, resistiendo la absorción de cualquier fluido. Cuando se produjo la absorción, fue menor que la esperada para un apósito de tipo alginato. El tejido no tejido B también mostró una tendencia a absorber líquido, una propiedad física que puede provocar fugas, maceración y posibles daños en los tejidos de la zona periherida. La deshidratación es una medida de lo bien que se liga el líquido al apósito y puede ser una indicación de la capacidad del apósito para mantener un entorno húmedo en la herida para su óptima cicatrización. Los índices de deshidratación en este estudio se midieron sin la presencia de un apósito de cobertura secundario y son una indicación de las propiedades relativas de los propios apósitos. Para una superficie fija de apósito, el tejido no tejido A y el tejido no tejido C presentaron los índices de deshidratación más bajos. La gasa, las espumas y el hidrogel mostraron índices de deshidratación significativamente mayores. El pH del apósito se midió para proporcionar una indicación de cómo cambia la superficie de un apósito cuando se moja. Se ha sugerido que los apósitos con un pH ligeramente ácido (similar al de la piel sana; pH de 5,5) pueden ser más cómodos de llevar. Sin embargo, se ha informado de que algunos apósitos causan irritación o escozor después de absorber el exudado, lo que sugiere que puede producirse un cambio en el pH del apósito. Los apósitos como el no tejido B y la gasa mostraron un pH alcalino (superior a pH 7), que se adaptó gradualmente a un pH más neutro (pH 7) en el punto de tiempo de 24 horas, lo que indica que puede estar teniendo lugar algún tipo de reacción química. Por el contrario, el no tejido A y el hidrogel permanecieron estables durante todo el tiempo, con valores de pH ligeramente ácidos de 5,4 y 6,6/6,5, respectivamente. La tabla 5 resume las propiedades físicas, químicas y antibacterianas de los SCD patentados estudiados. Esto demuestra la variedad de propiedades de los apósitos examinados, que puede tener implicaciones para su uso clínico. La mezcla de propiedades antibacterianas y de manejo de fluidos mostrada en estos estudios sugiere que los apósitos antibacterianos individuales que contienen plata tienen diferentes características que los hacen más o menos adecuados para diferentes tipos de heridas. Este estudio sugiere que la selección del apósito antibacteriano debería basarse en una evaluación de las propiedades generales del apósito clínicamente relevantes para el tipo y el estado de la herida, más que en el contenido o la deposición de plata únicamente. Conclusiones La selección del apósito es una parte vital del éxito en el tratamiento de las heridas infectadas y en riesgo de infección. La elección de un apósito antibacteriano adecuado debe basarse en el tipo y el estado de la herida y en medidas clínicamente aplicables, como los efectos antibacterianos, de cicatrización y de manejo del exudado, y no en un único parámetro de laboratorio.
Arquidia Mantina
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