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Sauerstoff (O2) entsteht während des photosynthetischen Elektronentransports, wenn Wasser durch den sauerstoffentwickelnden Komplex gespalten wird, um Protonen und Elektronen für die chloroplastische Elektronenkette bereitzustellen, wodurch ATP und NADPH – die Energiequelle und reduzierende Kraft für den pflanzlichen Stoffwechsel – erzeugt werden. Der größte Teil dieser chemischen Energie wird zum Antrieb des photosynthetischen Kohlenstoffstoffwechsels verwendet, der aus Ribulose-1,5-Bisphosphat-Carboxylierung (photosynthetischer Kohlenstoffreduktionszyklus) und Sauerstoffanreicherung (photosynthetischer Kohlenstoffoxidationszyklus) besteht; mit einem kombinierten Elektronenbedarf = JA. Für jedes gebildete O2 werden vier Elektronen benötigt, so dass die Brutto-O2-Produktion (GOP) mit dem linearen Elektronentransport (J) gemäß J/4 in Beziehung steht. Wenn der lineare Elektronentransport nur zum Antrieb der CO2-Fixierung verwendet wird, ist der Verbrauch von O2 und die Freisetzung von CO2 durch photosynthetische Kohlenstoffoxidation und mitochondriale Atmung so, dass die Netto-O2-Produktion (NOP) gleich der Netto-CO2-Assimilation (Anet; vorausgesetzt, der respiratorische Quotient ist 1, aber siehe Tcherkez et al, 2017).

Zusätzlich können Elektronen für den alternativen nicht-zyklischen Elektronentransport (ANCET) verwendet werden, einschließlich z.B. der Photoreduktion von O2 selbst unter Bildung reaktiver Sauerstoffspezies (Mehler-Peroxidase-Reaktionen oder „Wasser-Wasser-Zyklus“; Asada, 1999), chloroplastischer Anabolismus (z.B. Lipide; Stumpf et al, 1963), die Reduktion von Oxalacetat zu Malat (das in die Mitochondrien exportiert wird; Scheibe, 2004) und die Stickstoffassimilation (Bloom et al., 1989). ANCET wurde sowohl als Möglichkeit zur Regulierung des ATP/NADPH-Verhältnisses zur Deckung des wechselnden Energiebedarfs des Zellstoffwechsels als auch als Mechanismus zur Verhinderung von Lichtschäden durch die Verwendung von überschüssigem Reduktionsmittel angenommen, wenn die Photonenflussdichte den Energiebedarf der CO2-Fixierung übersteigt (z. B. bei hoher Bestrahlungsstärke, kalten Temperaturen, Wasserstress und Schließen der Spaltöffnungen; z. B. Badger, 1985; Ort und Baker, 2002; Robinson, 1988). Wichtig ist, dass es keine formalen Beweise dafür gibt, wie die Elektronenflüsse interagieren, insbesondere unter fluktuierenden Lichtbedingungen (Morales et al., 2018).

Da ANCET die Aufrechterhaltung größerer Raten des linearen Elektronentransports ermöglicht, wird der Gesamtelektronentransport (Jt) größer sein als JA. Umgekehrt hängt die Auswirkung auf die O2-Aufnahme von dem jeweiligen Stoffwechselweg ab. Bei den Mehler-Peroxidase-Reaktionen gibt es zum Beispiel keine Nettoveränderung des O2, so dass NOP gleich Anet bleibt. Bei der Reduktion von Nitrat hängt das Verhältnis zwischen der N-gebundenen O2-Produktion und dem O2-Verbrauch jedoch stark von der synthetisierten Aminosäure ab (Noctor und Foyer, 1998). In diesem Fall ist NOP nicht immer gleich Anet, da O2 und CO2 im Stoffwechsel möglicherweise nicht ausgeglichen sind (Skillman, 2008). Folglich sind gleichzeitige Messungen von CO2- und O2-Flüssen wichtig, um zu verstehen, wie Pflanzen die Nutzung von Lichtenergie regulieren, wobei unterschiedliche Schicksale sehr unterschiedliche Stoffwechselergebnisse zur Folge haben.

Die ersten Messungen der O2-Entwicklung waren nicht in der Lage, GOP von der O2-Aufnahme zu unterscheiden (Hill, 1937). Die von Mehler und Brown (1952) entwickelte Massenspektrometrie-Methode löste dieses Problem, indem sie O2-Isotopen-Tracer zur unabhängigen Überwachung der Flüsse von 16O2 und 18O2 einsetzte. Bei dieser Methode wurde dem Gasraum einer geschlossenen Kammer reines 18O2 zugeführt, und der Rückgang des 18O2 wurde der O2-Aufnahme zugeschrieben. Das entstandene O2 hat die gleiche Isotopenzusammensetzung wie das Wasser, aus dem es erzeugt wird; in diesem Fall war das dominierende Isotop im Wasser 16O (Abb. 1). Der Ansatz der 18O-Markierung wurde weiter auf Blattscheiben (z. B. Tourneux und Peltier, 1995), ganze exzidierte Blätter (z. B. Volk und Jackson, 1972) und ganze Pflanzen (Gerbaud und André, 1980) angewandt, um das Schicksal von O2 in vivo zu beleuchten.

Die Beschränkung geschlossener Gasaustauschsysteme besteht darin, dass Messungen nur für kurze Zeiträume (Sekunden bis Minuten) durchgeführt werden können, bevor die CO2-Konzentration erschöpft ist. Folglich ist das CO2:O2-Verhältnis nicht konstant, was die relativen Raten der Carboxylierung und Oxygenierung verändert, so dass die Schätzungen der GOP- und O2-Aufnahme ungenau sind. Diese Einschränkung wurde bei der Massenspektrometrie überwunden, indem das verbrauchte CO2 durch einen periodischen Zufluss von CO2 in die Kammer ersetzt wurde, was eine stationäre Quantifizierung ermöglichte und die Fähigkeit zur Messung der O2-Flüsse unter einer Reihe von Bedingungen und physiologischen Zuständen erweiterte (Canvin et al., 1980). Gleichzeitig wurden Fortschritte bei der Nutzung der Chlorophyll-Fluoreszenz gemacht, die Informationen über die PSII-Quantenausbeute liefert (Baker, 2008). Genty et al. (1989) stellten die empirische Verbindung zwischen Fluoreszenz und Elektronentransportrate her und ersetzten damit die Notwendigkeit, die O2-Entwicklung direkt zu messen. Die Chlorophyllfluoreszenz ist heute eine der beliebtesten Techniken in der Pflanzenphysiologie, da sie einfach anzuwenden und relativ kostengünstig ist. Dies wurde durch die Möglichkeit unterstützt, Fluoreszenzmessungen mit dem H2O- und CO2-Gasaustausch in tragbaren, handelsüblichen Instrumenten zu multiplexen, was die Möglichkeit eröffnet, Pflanzenfunktionen außerhalb des Labors zu messen. Infolgedessen sind die In-vivo-Messungen des O2-Flusses in den letzten 20 Jahren erheblich zurückgegangen.

In dieser Ausgabe der Pflanzenphysiologie erinnern uns Gauthier et al. (2018) daran, warum es so wichtig ist, unsere Aufmerksamkeit wieder auf O2 zu richten, indem sie uns ein neues, elegantes Open-Path-System zur Messung des O2-Flusses vorstellen. Bei ihrer Methode handelt es sich um einen „umgekehrten“ Isotopenansatz, der die 18O-Markierung von Blattwasser anstelle von Luft beinhaltet, so dass die Isotopenzusammensetzung von O2, das bei der Wasserspaltung entsteht, eine ganz andere Signatur hat als die von Umgebungs-O2 (Abb. 1). Die Verwendung einer beträchtlichen 18O-Anreicherung ist zwingend erforderlich, da der Beitrag von NOP in einem Hintergrund von 21 % O2 wahrscheinlich in der Größenordnung von 0,05 % liegt (z. B. 100 μmol mol-1 NOP/210.000 μmol mol-1 Umgebungs-O2), was es normalerweise schwierig macht, eine Änderung des δ18O von O2 in Verbindung mit NOP in der das Blatt umgebenden Luft genau zu erkennen.

Die Methode ist nach wie vor sehr technisch und erfordert den Einsatz von drei hochpräzisen Instrumenten. Die Isotopenzusammensetzung und die Konzentration von CO2- und H2O-Dampf werden durch Laserspektroskopie gemessen, die δ18O2 und δO2/N2 (zur Schätzung der O2-Konzentration) durch Massenspektrometrie. Außerdem ist eine speziell angefertigte Kammer erforderlich, in der das herausgeschnittene Blatt und die 18O-markierte Wasserquelle untergebracht sind, was dazu beiträgt, Lecks an den Dichtungen um den Blattstiel herum zu verhindern. Wichtig ist, dass das offene Gasaustauschsystem die Möglichkeit verbessert, stationäre Messungen durchzuführen, und dass die Markierung von Wasser im Gegensatz zur Verwendung von reinem 18O2-Gas das Problem der Erschwinglichkeit löst, das die Einführung offener Systeme stark eingeschränkt hat.

Die Chlorophyllfluoreszenz ist zwar zu einer beliebten Option für die Messung der Elektronentransportrate geworden, aber sie ist nicht ohne Annahmen. So wird beispielsweise häufig angenommen, dass Blätter 84 % der einfallenden Photonen absorbieren und dass 50 % dieser Photonen von PSII absorbiert werden; dies ist jedoch nicht immer der Fall (Baker, 2008). Dies kann zu einer Überschätzung der Elektronentransportrate führen, wenn sie anhand der Fluoreszenz im Vergleich zu Messungen der GOP berechnet wird. Darüber hinaus ist die genaue Bestimmung von JA besonders wichtig für die Schätzung der Mesophyll-Leitfähigkeit, was eine von Gauthier et al. (2018) hervorgehobene Anwendung war. Die Mehler-Peroxidase-Reaktionen, die nachweislich zwischen 0 % und 30 % liegen (Driever und Baker, 2011), würden bei beiden Methoden zu einer Überschätzung der mit den photosynthetischen Kohlenstoffreduktions-/Sauerstoffbildungszyklen verbundenen Elektronenflüsse führen. Der Vorteil des Isotopenmarkierungsansatzes besteht jedoch darin, dass der Beitrag der Mehler-Reaktion zur Brutto-O2-Produktion durch die Kopplung von Messungen der GOP mit der NOP quantifiziert werden kann (z. B. Furbank et al., 1982; siehe Abb. 1). Jetzt, da wir wieder in der Lage sind, O2-Flüsse zu messen, sollten diese Annahmen nicht ignoriert werden.

Neben dem Verständnis des Kompromisses zwischen Effizienz und Photoprotektion für eine verbesserte landwirtschaftliche Produktion (Murchie und Niyogi, 2011) haben die verschiedenen Elektronenschicksale wichtige Auswirkungen auf das Verständnis der globalen O2-Flüsse. Insbesondere die O2-Aufnahme im Zusammenhang mit der Photorespiration, der mitochondrialen Atmung und den Mehler-Peroxidase-Reaktionen weisen unterschiedliche Isotopenfraktionsfaktoren auf (Guy et al., 1993), so dass die Quantifizierung der einzelnen Stoffflüsse erforderlich ist, um Schätzungen der globalen Primärproduktion anhand von δ18O-Informationen einzuschränken (Welp et al, 2011).

Es ist höchste Zeit, dass wir die Messung der O2-Flüsse überdenken, und die neue von Gauthier et al. (2018) entwickelte Methode bietet uns die notwendigen Kapazitäten dafür.